常见实验小鼠采血方法

小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了常见的小鼠采血方法，仅供参考：

一只成年小鼠的循环血量大约是1.5~2.5ml，大约体重的 6~8%。在对营养状况良好的小鼠进行采血时，单次采血量最多可以到达循环血量的10%，（例：若20克小鼠，它的总血量约占1.2-1.4毫升，即每次取120ul-140ul血液不会对小鼠有太大的影响）。采血之后应该给予温热的等渗溶液补充，可以在2~3个星期内恢复原有的水平。两周采血量小于血液循环的10%，单周小于7.5%，小鼠血液循环72ml/kg

实验室常用抗凝剂：乙二胺四乙酸（EDTA）盐、枸橼酸盐、草酸盐、肝素

实验室常用采血管：（采血后立即颠倒混匀8次）

1.黑色：枸橼酸钠； 血沉

2.浅蓝色：枸橼酸钠； 血凝试验（如PT、APTT）

3.深蓝色：肝素钠或EDTA-Na2；血液微量元素

4.紫色：EDTA-K2；血常规（血液细胞分析）

5.绿色：肝素锂；大部分生化、血氨

6.灰色：血糖降解抑制剂和EDTA-Na2；血糖

7.棕色：肝素钠或EDTA-K2；血铅

8.浅黄色ACD管：葡萄糖、抗凝剂；血库试验

9.浅黄色SPS管：SPS液、氯化钠溶液；血液培养、微生物培养

尾尖采血

麻醉小鼠后，用温水（但水温不要过高）擦拭尾巴，引起轻微的血管扩张。

用无菌手术刀、刀片或锋利的剪刀，快速截断小鼠尾尖0.5-1cm。如果需要多次采血，之后每次仅需截除2-3mm。

可以从尾部向尾尖方向按摩，以增加血流（但是，这会降低血样的质量，增加溶血的风险）。

可以用毛细采血管收集血液，或直接滴入收集管中。

采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银，6%液体火棉胶）来止血。

每次采血量大约可达0.1ml。

眼眶静脉丛采血

优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。血流较快，采血量多，能在较短时间内采约0.5mL血。伤口较小，愈合较快。成功率高，死亡率低。

缺点：不能避免组织液的混入，对于血样要求较高的研究应谨慎使用。

小鼠经气体麻醉后，左手拇指及食指压迫小鼠的颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。也可以将小鼠放置在侧卧位，拇指与食指分别置于小鼠头顶和下颌，将皮肤向后及向下拉。抓握时要避免对气管施压，否则可能会影响小鼠呼吸。

将毛细采血管（建议采用0.5*100mm规格的毛细管，在使用前折成小段，每段大约3-4cm）置于内侧眼角处，并且以与鼻翼平面成30-45度沿内眦插入内眼角，滑入眼球后方，轻轻向眼底方向刺入。

当感到有阻力时即轻轻旋转采血管的同时施加压力以切开静脉丛，血液将通过毛细作用流入采血管。不能刺地过深，一般2-3mm即可。

采血结束后，立即松开手指对小鼠的压迫，使眼球复位，同时将采血器拔出。可用干棉球压住眼眶，确保止血。一般眼眶静脉丛采血量可以达到0.2-0.3ml。

颌下静脉采血

绑定小鼠，可将小鼠侧卧，使小鼠头部尽量固定。在小鼠嘴角沿线与外眼角线橡胶处找到颌下静脉的大致位置，会发现一个无毛的小点，有点像酒窝，基本位于嘴角远端稍低于下巴线。

针保持垂直于皮肤表面，刺入皮肤。深度不超过针头的斜面（约3mm）。拔出针头后，血液就会流出。为方便采血，可使小鼠头部低于心脏高度。采血结束后，按压以止血。一般采血量为0.2-0.5ml。

隐静脉采血（总量5%）

将小鼠置于固定管或架中，但保持后腿可自由活动，剃除跗部的毛。为使膝盖与踝关节之间的隐静脉更加明显，可以在后腿膝盖以上使用止血带。在近尾侧的皮肤表面可以找到隐静脉。

针垂直于皮肤表面扎破血管。不要进针过深，以免刺穿肌肉或碰到骨头。血液会从入针处慢慢流出，用毛细采血管收集，并松开止血带。采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银）以止血，并将小鼠放回笼内。

舌下静脉采血

将小鼠麻醉后仰卧于实验台面上并固定。

用眼科弯镊将小鼠舌头拉出，可明显看到小鼠舌下静脉。

持采血针与舌面呈10°夹角插入舌下静脉，见有回血缓慢抽取，直至采到所需血量。

颈静脉采血

该方法采血量( 0.2 ml至近全血量) 及采血次数( 1～8次/d) 可随分析目的而变动,适用于人手少、动物数量多、实验时间紧以及药代动力学等需连续少量取血的研究中。但要求技术熟练, 方能得心应手。在一定时间内, 如果采血量和采血次数增加, 会使动物引起一定的应激性反应或采血部位的伤害。

将动物胸前区采血部位皮肤消毒, 于胸前正中线约第四肋骨水平先用注射器针头沿水平方向刺入皮肤。

再向颈静脉所在位置沿皮下进针, 针头到达颈静脉所在位置时, 轻引注射器内筒使之呈负压, 再使注射器与胸部表面成30°～ 40°角向颈静脉刺入, 此时注射器应与颈静脉走行方向相一致。

在刺入过程中, 速度要缓慢, 刺入的深度约5 mm, 在试探性缓慢刺入或拔出时, 如有血液自动流入注射器内筒, 说明针尖已在颈静脉内, 此时固定好动物, 勿使注射器针头移动。

也可将采血针抵在动物胸骨上以便于操作, 小心抽引注射器内筒, 待血液足够时, 拔出采血针, 用干棉球按压止血。

尾静脉采血

一个人可以用微型手电筒或LED小夜灯等紧贴尾静脉，在灯光的照射下，尾静脉会被很清晰的显示，提高成功率。

固定器（自行设计）小鼠，将尾巴拉直，用酒精棉球擦拭尾巴或者用热水或者热毛巾焐热尾巴（热水浸泡鼠尾）, 使尾部静脉扩张。

用左手的食指，中指，无名指及大拇指将小鼠尾巴固定。

握住1ml 注射器（选用29G的针头为宜）前面0.1ml处，右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处斜15°角缓慢进针（鼠尾远端约1/3的位置）。适当增加内压看有无回血，若有回血则缓慢抽取所需血量，棉签按压止血。

颌下静脉采血

将小鼠麻醉后，平躺放置在实验台面上，中指、食指固定小鼠尾部。

用刀片轻划小鼠尾侧静脉或尾正中动脉.

待血液流出后，用移液枪吸取血液。取血完毕后，棉签按压止血。

腹主动脉采血

优点：采血法取血量大、不易溶血，血液质量较好，适用于多项目检测，且不损伤器官，有利于病理组织学检查。

缺点：操作比较复杂，应注意掌握适宜的麻醉深度，防止心跳骤停，同时防止大鼠躁动。本方法造成的出血速度快，易造成出血性的心脏停跳，故要防止采血过程中出血。且本方法采血过程中如多次采血不宜拔出针头。

将大鼠腹腔注射麻醉剂后，直到身体全身变软，把大鼠仰卧固定在手术台上，背部可以放置—粗试管以充分暴露腹主动脉。

常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔，用小镊子轻轻扒开血管周围脂肪，再用棉球把覆盖在血管的多余脂肪擦干净，直到清晰看清血管为止（用棉球可以尽量减少小血管破裂出血，影响接下来进针时的视线）。

找腹主动脉（粉）在脊柱上面，腹腔静脉血管（比腹主动脉粗，黑）旁，找到后，术者先固定血管，尽可避免血管移位，左手拇指和食指固定住血管两旁的脂肪及其它脏器，无名指按住血管进针点的上端，降低血压，可以避免血液溅出。

右手持穿刺针，针尖斜面朝下，人针角度约（小于）30度左右，朝向心端方向刺人，深度以5m左右为宜，进针后可以用止血夹夹住针头，可以避免麻醉不够挣扎导致血管被针头戳破。

取完血后，用棉球轻压针眼处，快速拔出针头，可以反复采集多管的血样进行不同项目的测试（一般体重200~300g大鼠可采血液8~10mL）。

心脏采血（非必需勿用）

优点：取血快，血液不易凝集，心区面积大,进针准确性较高,可一针见血,且采血量能满足大量试验需要。

缺点：采血成功率较小，死亡率高，心脏损伤较大，难以迅速愈合，不利于短期连续采血，亦无法确定是静脉血还是动脉血。

一般有3种心脏采血的姿势：1、托起小鼠躯干使身体垂直与地面。身体直立以防止心脏的偏转或胸部的扭曲。使用1毫升注射器和22g针头。将针头从胸部中央向下5mm处插入，深度5-10mm，将注射器与胸部保持25-30度；2、使小鼠仰卧固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3～4肋间触摸到心搏处，右手持带有4~5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺；3、使小鼠侧卧，垂直于胸壁插入针头。

如果血液没有立刻进入注射器，可以轻轻抽空针管，产生一个真空区。

当注射器中出现血液时，将针管保持静止并轻轻地抽拉活塞芯杆，以获得更多地血液。

一般可以采到0.8-1.0ml血液。

摘除眼球采血

用左手拇指、食指和中指抓取小鼠的颈部头皮，小指和无名指固定尾巴，轻压需要摘取的眼部皮肤，使眼球充血突出。

用眼科剪剪去小鼠的胡须，防止血从胡须处留下引起溶血。

用眼科弯镊夹取眼球并快速摘取，并使血液从眼眶内流入0.5mlEP管中。待小鼠取血完毕后，断颈处死。

断头采血

用左手拇指和食指以背部较紧的捏住小鼠颈部皮肤，并作小鼠头部朝下的姿势。

右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部剪断，让血滴入容器中。